Preview

Клиническая медицина

Расширенный поиск

Роль повреждения и репарации ДНК при хронических заболеваниях глаз

https://doi.org/10.30629/0023-2149-2023-101-9-10-474-482

Аннотация

Зрение жизненно важно для повседневной деятельности, и все же наиболее распространенные глазные заболевания — катаракта, диабетическая ретинопатия (ДР), возрастная макулярная дегенерация (ВМД) и глаукома — с возрастом приводят к потере зрения. Хирургическое лечение катаракты является одной из наиболее часто выполняемых операций и результат, как правило, превосходный при отсутствии сопутствующей патологии органа зрения. Однако у пациентов с ДР, ВМД и глаукомой часто развиваются значительные нарушения зрения. В патогенезе этих многофакторных заболеваний часто присутствуют генетические и наследственные компоненты, при этом последние данные подтверждают роль повреждения и репарации ДНК как важных патогенных факторов. В настоящем обзоре мы подробно описываем основные механизмы повреждения и репарации ДНК, включая эксцизионную репарацию оснований, нуклеотидную эксцизионную репарацию, репарацию двухнитевых разрывов ДНК, а также обсуждаем их роль в развитии ДР, ВМД и глаукомы.

Об авторах

Г. О. Гайсина
ФГБОУ ВО «Башкирский государственный медицинский университет» Минздрава России
Россия

Гайсина Гульназ Олеговна – канд. мед. наук, ассистент кафедры офтальмологии

450008, Уфа



Ю. А. Лучникова
ФГБОУ ВО «Ростовский государственный медицинский университет» Минздрава России
Россия

Лучникова Юлия Алексеевна — канд. мед. наук, ассистент кафедры медицинской биологии и генетики

344022, Ростов-на-Дону



А. В. Хрущева
ФГБОУ ВО «Башкирский государственный медицинский университет» Минздрава России
Россия

Хрущева Анастасия Валерьевна — ассистент кафедры медицинской генетики и фундаментальной медицины Института дополнительного профессионального образования

450008, Уфа



Л. Х. Руфуллаева
ФГБОУ ВО «Ростовский государственный медицинский университет» Минздрава России
Россия

Руфуллаева Лейла Хабилевна — ординатор

344022, Ростов-на-Дону



Р. Р.   Тагирова
ФГБОУ ВО «Башкирский государственный медицинский университет» Минздрава России
Россия

Тагирова Разида Ринатовна — аспирант кафедры медицинской генетики и фундаментальной медицины Института дополнительного профессионального образования

450008, Уфа



С. Э. Мамедли
ФГАОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова» Минздрава России
Россия

Мамедли Сона Этибаркызы — ординатор

117997, Москва



М. Ю. Ляшок
ФГБОУ ВО «Ростовский государственный медицинский университет» Минздрава России
Россия

Ляшок Марина Юрьевна — аспирант кафедры медицинской биологии и генетики

344022, Ростов-на-Дону



С. Ю. Смородова
ФГБОУ ВО «Приволжский исследовательский медицинский университет» Минздрава России
Россия

Смородова Светлана Юрьевна — ординатор кафедры неврологии, нейрохирургии и медицинской генетики

603005, Нижний Новгород



П. А. Борискина
ФГБОУ ВО «Тульский государственный университет»
Россия

Борискина Полина Алексеевна — ординатор кафедры офтальмологии медицинского института

300012, Тула



Д. А. Ватулин
ФГБОУ ВО «Ростовский государственный медицинский университет» Минздрава России
Россия

Ватулин Дмитрий Алексеевич — ординатор кафедры офтальмологии

344022, Ростов-на-Дону



А. С. Лазаренко
ФГБОУ ВО «Ростовский государственный медицинский университет» Минздрава России
Россия

Лазаренко Анастасия Сергеевна — студентка 6-го курса

344022, Ростов-на-Дону



В. А. Магафурова
ФГБОУ ВО «Башкирский государственный медицинский университет» Минздрава России
Россия

Магафурова Виолетта Алмазовна  — студентка 5-го курса

450008, Уфа



Н. Е. Косинская
ФГБОУ ВО «Ростовский государственный медицинский университет» Минздрава России
Россия

Косинская Наталия Евгеньевна — аспирант кафедры офтальмологии

344022, Ростов-на-Дону



Список литературы

1. Schumacher B., Pothof J., Vijg J., Hoeijmakers J.H.J. The central role of DNA damage in the ageing process. Nature. 2021;592(7856):695– 703. DOI: 10.1038/s41586-021-03307-7

2. Vijg J. From DNA damage to mutations: All roads lead to aging. Ageing Res. Rev. 2021;68:101316. DOI: 10.1016/j.arr.2021.101316

3. Kosicki M., Allen F., Steward F., Tomberg K., Pan Y., Bradley A. Cas9-induced large deletions and small indels are controlled in a convergent fashion. Nat. Commun. 2022;13(1):3422. DOI: 10.1038/s41467-022-30480-8

4. Wang K., Ma X., Zhang X., Wu D., Sun C., Sun Y., Lu X., Wu C.-I., Guo C., Ruan J. Using ultra-sensitive next generation sequencing to dissect DNA damage-induced mutagenesis. Sci. Rep. 2016;6:25310. DOI: 10.1038/srep25310

5. Ouyang X., Yang J., Hong Z., Wu Y., Xie Y., Wang G. Mechanisms of blue light-induced eye hazard and protective measures: A review. Biomed. Pharmacother. 2020;130:110577. DOI: 10.1016/j.biopha.2020.110577

6. Sacca S.C., Bolognesi C., Battistella A., Bagnis A., Izzotti A. Gene–environment interactions in ocular diseases. Mutat. Res./Fundam. Mol. Mech. Mutagen. 2009;667(1–2):98–117. DOI: 10.1016/j.mrfmmm.2008.11.002

7. Degtyareva N.P., Heyburn L., Sterling J., Resnick M.A., Gordenin D.A., Doetsch P.W. Oxidative stress-induced mutagenesis in single-strand DNA occurs primarily at cytosines and is DNA polymerase zeta-dependent only for adenines and guanines. Nucleic Acids Res. 2013;41(19):8995–9005. DOI: 10.1093/nar/gkt671

8. Feldman E.L., Callaghan B.C., Pop-Busui R., Zochodne D.W., Wright D.E., Bennett D.L., Bril V., Russell J.W., Viswanathan V. Diabetic neuropathy. Nat. Rev. Dis. Prim. 2019;5(1):42. DOI: 10.1038/s41572-019-0092-1

9. Beard W.A., Horton J.K., Prasad R., Wilson S.H. Eukaryotic Base Excision Repair: New Approaches Shine Light on Mechanism. Annu. Rev. Biochem. 2019;88:137–162. DOI: 10.1146/annurevbiochem-013118-111315

10. Balakrishnan L., Brandt P.D., Lindsey-Boltz L.A., Sancar A., Bambara R.A. Long Patch Base Excision Repair Proceeds via Coordinated Stimulation of the Multienzyme DNA Repair Complex. J. Biol. Chem. 2009;284(22):15158–15172. DOI: 10.1074/jbc.M109.000505

11. Sattler U., Frit P., Salles B., Calsou P. Long-patch DNA repair synthesis during base excision repair in mammalian cells. EMBO Rep. 2003;4(4):363–367. DOI: 10.1038/sj.embor.embor796

12. Demin A.A., Hirota K., Tsuda M., Adamowicz M., Hailstone R., Brazina J., Gittens W., Kalasova I., Shao Z., Zha S. et al. XRCC1 prevents toxic PARP1 trapping during DNA base excision repair. Mol. Cell. 2021;81(14):3018–3030.e5. DOI: 10.1016/j.molcel.2021.05.009

13. Meira L.B., Moroski-Erkul C.A., Green S.L., Calvo J.A., Bronson R.T., Shah D., Samson L.D. Aag-initiated base excision repair drives alkylation-induced retinal degeneration in mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009;106(3):888–893. DOI: 10.1073/pnas.0807030106

14. Brenerman B.M., Illuzzi J.L., Wilson I.D.M. Base excision repair capacity in informing healthspan. Carcinog. Integr. Cancer Res. 2014;35(12):2643–2652. DOI: 10.1093/carcin/bgu225

15. Synowiec E., Blasiak J., Zaras M., Szafl ik J., Szafl ik J.P. Association between polymorphisms of the DNA base excision repair genes MUTYH and hOGG1 and age-related macular degeneration. Exp. Eye Res. 2012;98:58–66. DOI: 10.1016/j.exer.2012.02.008

16. Antonetti D.A., Silva P.S., Stitt A.W. Current understanding of the molecular and cellular pathology of diabetic retinopathy. Nat. Rev. Endocrinol. 2021;17(4):195–206. DOI: 10.1038/s41574-020-00451-4

17. Marteijn J.A., Lans H., Vermeulen W., Hoeijmakers J.H.J. Understanding nucleotide excision repair and its roles in cancer and ageing. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2014;15(7):465–481. DOI: 10.1038/nrm3822

18. Staresincic L., Fagbemi A.F., Enzlin J.H., Gourdin A.M., Wijgers N., Dunand-Sauthier I., Giglia-Mari G., Clarkson S.G., Vermeulen W., Schärer O.D. Coordination of dual incision and repair synthesis in human nucleotide excision repair. EMBO J. 2009;28(8):1111–1120. DOI: 10.1038/emboj.2009.49

19. Guzder S.N., Qiu H., Sommers C.H., Sung P., Prakash L., Prakash S. DNA repair gene RAD3 of S. cerevisiae is essential for transcription by RNA polymerase II. Nature. 1994;367(6458):91–94. DOI: 10.1038/367091a0

20. Fei J., Kaczmarek N., Luch A., Glas A., Carell T., Naegeli H. Regulation of nucleotide excision repair by uv-DDB: prioritization of damage recognition to internucleosomal DNA. PLoS Biol. 2011;9(10):e1001183. DOI: 10.1371/journal.pbio.1001183

21. Sohn J, Lee S.E, Shim E.Y. DNA Damage and repair in eye diseases. Int. J. Mol. Sci. 2023;24(4):3916. DOI: 10.3390/ijms24043916

22. Ceccaldi R., Rondinelli B., D’Andrea A.D. Repair pathway choices and consequences at the double-strand break. Trends Cell Biol. 2015;26(1):52–64. DOI: 10.1016/j.tcb.2015.07.009

23. Hume S., Dianov G.L., Ramadan K. A unifi ed model for the G1/S cell cycle transition. Nucleic Acids Res. 2020;48(22):12483–12501. DOI: 10.1093/nar/gkaa1002

24. Mimitou E.P., Symington L.S. Sae2, Exo1 and Sgs1 collaborate in DNA double-strand break processing. Nature. 2008;455(7214):770–774. DOI: 10.1038/nature07312

25. Zhu Z., Chung W.-H., Shim E.Y., Lee S.E., Ira G. Sgs1 Helicase and Two Nucleases DNA2 and Exo1 Resect DNA Double-Strand Break Ends. Cell. 2008;134(6):981–994. DOI: 10.1016/j.cell.2008.08.037

26. Sartori A.A., Lukas C., Coates J., Mistrik M., Fu S., Bartek J., Baer R., Lukas J., Jackson S.P. Human CtIP promotes DNA end resection. Nature. 2007;450(7169):509–514. DOI: 10.1038/nature06337

27. Pellegrini L., Yu D.S., Lo T., Anand S., Lee M., Blundell T.L., Venkitaraman A.R. Insights into DNA recombination from the structure of a RAD51–BRCA2 complex. Nature. 2002;420(6913): 287–293. DOI: 10.1038/nature01230

28. Zhao B., Watanabe G., Morten M.J., Reid D.A., Rothenberg E., Lieber M.R. The essential elements for the noncovalent association of two DNA ends during NHEJ synapsis. Nat. Commun. 2019;10(1):3588. DOI: 10.1038/s41467-019-11507-z

29. Bunting S.F., Callén E., Wong N., Chen H.-T., Polato F., Gunn A., Bothmer A., Feldhahn N., Fernandez-Capetillo O., Cao L. et al. 53BP1 Inhibits homologous recombination in brca1-defi cient cells by blocking resection of DNA breaks. Cell. 2010;141(2):243–254. DOI: 10.1016/j.cell.2010.03.012

30. Hyttinen J.M., Błasiak J., Niittykoski M., Kinnunen K., Kauppinen A., Salminen A., Kaarniranta K. DNA damage response and autophagy in the degeneration of retinal pigment epithelial cells—Implications for age-related macular degeneration (AMD) Ageing Res. Rev. 2017;36:64–77. DOI: 10.1016/j.arr.2017.03.006

31. Maréchal A., Zou L. DNA damage sensing by the ATM and ATR kinases. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2013;5(9):a012716. DOI: 10.1101/cshperspect.a012716

32. Kaarniranta K., Uusitalo H., Blasiak J., Felszeghy S., Kannan R., Kauppinen A., Salminen A., Sinha D., Ferrington D. Mechanisms of mitochondrial dysfunction and their impact on age-related macular degeneration. Prog. Retin. Eye Res. 2020;79:100858. DOI: 10.1016/j.preteyeres.2020.100858

33. Patel J., A Baptiste B., Kim E., Hussain M., Croteau D.L., Bohr V.A. DNA damage and mitochondria in cancer and aging. Carcinog. Integr. Cancer Res. 2020;41(12):1625–1634. DOI: 10.1093/carcin/bgaa114

34. Tigano M., Vargas D.C., Tremblay-Belzile S., Fu Y., Sfeir A. Nuclear sensing of breaks in mitochondrial DNA enhances immune surveillance. Nature. 2021;591(7850):477–481. DOI: 10.1038/s41586-021-03269-w

35. Okur M.N., Fang E.F., Fivenson E.M., Tiwari V., Croteau D.L., Bohr V.A. Cockayne syndrome proteins CSA and CSB maintain mitochondrial homeostasis through NAD+ signaling. Aging Cell. 2020;19(12):e13268. DOI: 10.1111/acel.13268

36. Duh E.J., Sun J.K., Stitt A.W. Diabetic retinopathy: Current understanding, mechanisms, and treatment strategies. JCI Insight. 2017;2(14):93751. DOI: 10.1172/jci.insight.93751

37. Будзинская М.В., Петрачков Д.В., Савочкина О.А., Аржуханов Д.Д. К вопросу о классификации диабетической ретинопатии. Вестник офтальмологии. 2019;135(5):272277.

38. Lee S.C., Chan J.C.N. Evidence for DNA Damage as a Biological Link Between Diabetes and Cancer. Chin. Med. J. 2015;128(11):1543– 1548. DOI: 10.4103/0366-6999.157693

39. Кузнецов К.О., Сафина Э.Р., Гаймакова Д.В., Фролова Я.С., Оганесян И.Ю., Садертдинова А.Г., Назмиева К.А., Исламгулов А.Х., Каримова А.Р., Галимова А.М., Ризванова Э.В. Метформин и злокачественные новообразования: возможный механизм противоопухолевого действия и перспективы использования в практике. Проблемы эндокринологии. 2022;68(5):45–55.

40. Lorenzi M., Montisano D.F., Toledo S., Barrieux A. High glucose induces DNA damage in cultured human endothelial cells. J. Clin. Investig. 1986;77(1):322–325. DOI: 10.1172/JCI112295

41. Zhong A., Chang M., Yu T., Gau R., Riley D.J., Chen Y., Chen P.-L. Aberrant DNA Damage Response and DNA Repair Pathway in High Glucose Conditions. J. Cancer Res. Updat. 2018;7:64–74. DOI: 10.6000/1929-2279.2018.07.03.1

42. Özgümüş T., Sulaieva O., Jessen L.E., Jain R., Falhammar H., Nyström T., Catrina S.-B., Jörneskog G., Groop L., Eliasson M. et al. Reduced expression of OXPHOS and DNA damage genes is linked to protection from microvascular complications in long-term type 1 diabetes: The PROLONG study. Sci. Rep. 2021;11(1):20735. DOI: 10.1038/s41598-021-00183-z

43. Kumar V., Agrawal R., Pandey A., Kopf S., Hoeffgen M., Kaymak S., Bandapalli O.R., Gorbunova V., Seluanov A., Mall M.A. et al. Compromised DNA repair is responsible for diabetes-associated fi brosis. EMBO J. 2020;39(11):e103477. DOI: 10.15252/embj.2019103477

44. Jaramillo R., Shuck S.C., Chan Y.S., Liu X., Bates S.E., Lim P.P., Tamae D., Lacoste S., O’Connor T.R., Termini J. DNA Advanced Glycation End Products (DNA-AGEs) Are Elevated in Urine and Tissue in an Animal Model of Type 2 Diabetes. Chem. Res. Toxicol. 2017;30(2):689–698. DOI: 10.1021/acs.chemrestox.6b00414

45. Haghdoost S., Czene S., Näslund I., Skog S., Harms-Ringdahl M. Extracellular 8-oxo-dG as a sensitive parameter for oxidative stress in vivo and in vitro. Free Radic. Res. 2005;39(2):153–162. DOI: 10.1080/10715760500043132

46. Dong Q.Y., Cui Y., Chen L., Song J., Sun L. Urinary 8-Hydro xydeoxyguanosine Levels in Diabetic Retinopathy Patients. Eur. J. Ophthalmol. 2008;18(1):94–98. DOI: 10.1177/112067210801800116

47. Othman E.M., Kreissl M.C., Kaiser F.R., Arias-Loza P.-A., Stopper H. Insulin-Mediated Oxidative Stress and DNA Damage in LLCPK1 Pig Kidney Cell Line, Female Rat Primary Kidney Cells, and Male ZDF Rat Kidneys In Vivo. Endocrinology. 2013;154(4):1434– 1443. DOI: 10.1210/en.2012-1768

48. Grishko V., Rachek L., Musiyenko S., LeDoux S.P., Wilson G.L. Involvement of mtDNA damage in free fatty acid-induced apoptosis. Free Radic. Biol. Med. 2005;38(6):755–762. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2004.11.023

49. Bergman R.N., Ader M. Free Fatty Acids and Pathogenesis of Type 2 Diabetes Mellitus. Trends Endocrinol. Metab. 2000;11(9):351–356. DOI: 10.1016/S1043-2760(00)00323-4

50. Garcia-Medina J.J., Rubio-Velazquez E., Foulquie-Moreno E., Casaroli-Marano R.P., Pinazo-Duran M.D., Zanon-Moreno V., Del-Rio-Vellosillo M. Update on the Effects of Antioxidants on Diabetic Retinopathy: In Vitro Experiments, Animal Studies and Clinical Trials. Antioxidants. 2020;9(6):561. DOI: 10.3390/antiox9060561

51. Madsen-Bouterse S.A., Mohammad G., Kanwar M., Kowluru R.A. Role of mitochondrial DNA damage in the development of diabetic retinopathy, and the metabolic memory phenomenon associated with its progression. Antioxid. Redox Signal. 2010;13(6):797–805. DOI: 10.1089/ars.2009.2932

52. Mishra M., Lillvis J., Seyoum B., Kowluru R.A. Peripheral Blood Mitochondrial DNA Damage as a Potential Noninvasive Biomarker of Diabetic Retinopathy. Investig. Opthalmol. Vis. Sci. 2016;57(10):4035–4044. DOI: 10.1167/iovs.16-19073

53. Mishra M., Kowluru R.A. Retinal Mitochondrial DNA Mismatch Repair in the Development of Diabetic Retinopathy, and Its Continued Progression after Termination of Hyperglycemia. Investig. Opthalmol. Vis. Sci. 2014;55(10):6960–6967. DOI: 10.1167/iovs.14-15020

54. Kowluru R.A. Mitochondrial Stability in Diabetic Retinopathy: Lessons Learned From Epigenetics. Diabetes. 2019;68(2):241–247. DOI: 10.2337/dbi18-0016

55. Zhong Q., Kowluru R.A. Role of histone acetylation in the development of diabetic retinopathy and the metabolic memory phenomenon. J. Cell. Biochem. 2010;110(6):1306–1313. DOI: 10.1002/jcb.22644

56. Mohammad G., Kowluru R.A. Nuclear Genome-Encoded Long Noncoding RNAs and Mitochondrial Damage in Diabetic Retinopathy. Cells. 2021;10(12):3271. DOI: 10.3390/cells10123271

57. Mishra M., Kowluru R.A. DNA Methylation — A Potential Source of Mitochondria DNA Base Mismatch in the Development of Diabetic Retinopathy. Mol. Neurobiol. 2018;56(1):88–101. DOI: 10.1007/s12035-018-1086-9

58. Chen Z., Miao F., Paterson A.D., Lachin J.M., Zhang L., Schones D.E., Wu X., Wang J., Tompkins J.D., Genuth S. et al. Epigenomic profi ling reveals an association between persistence of DNA methylation and metabolic memory in the DCCT/EDIC type 1 diabetes cohort. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2016;113(21):E3002–E3011. DOI: 10.1073/pnas.1603712113

59. Бикбов М.М., Халимов Т.А. Этиопатогенез неэкссудативной возрастной макулярной дегенерации (обзор литературы). Acta Biomedica Scientifi ca. 2022;7(1):96–105.

60. Thomas C.J., Mirza R., Gill M. Age-Related Macular Degeneration. Med. Clin. N. Am. 2021;105(3):473–491. DOI: 10.1016/j.mcna.2021.01.003

61. Blasiak J., Piechota M., Pawlowska E., Szatkowska M., Sikora E., Kaarniranta K. Cellular Senescence in Age-Related Macular Degeneration: Can Autophagy and DNA Damage Response Play a Role? Oxid. Med. Cell. Longev. 2017;2017:5293258. DOI: 10.1155/2017/5293258

62. d’Adda di Fagagna F. Living on a break: Cellular senescence as a DNA-damage response. Nat. Rev. Cancer. 2008;8(7):512–522. DOI: 10.1038/nrc2440

63. Wang T.-S., Ruchirawat M., Narasumrit P., Xia Z.-L., Au W.W. Lymphocyte-based challenge DNA-repair assays for persona lized health risk assessment. Mutat. Res./Rev. Mutat. Res. 2022;790:108427. DOI: 10.1016/j.mrrev.2022.108427

64. D’Аugustin O., Huet S., Campalans A., Radicella J.P. Lost in the Crowd: How Does Human 8-Oxoguanine DNA Glycosylase 1 (OGG1) Find 8-Oxoguanine in the Genome? Int. J. Mol. Sci. 2020;21(21):8360. DOI: 10.3390/ijms21218360

65. Banda D.M., Nuñez N.N., Burnside M.A., Bradshaw K.M., David S.S. Repair of 8-oxoG: A mismatches by the MUTYH glycosylase: Mechanism, metals and medicine. Free Radic. Biol. Med. 2017;107:202–215. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2017.01.008

66. Markkanen E., Dorn J., Hübscher U. MUTYH DNA glycosylase: The rationale for removing undamaged bases from the DNA. Front. Genet. 2013;4:18. DOI: 10.3389/fgene.2013.00018

67. Khoo H.E., Ng H.S., Yap W.-S., Goh H.J.H., Yim H.S. Nutrients for Prevention of Macular Degeneration and Eye-Related Diseases. Antioxidants. 2019;8(4):85. DOI: 10.3390/antiox8040085

68. Brown E.E., Ball J.D., Chen Z., Khurshid G.S., Prosperi M., Ash J.D. The Common Antidiabetic Drug Metformin Reduces Odds of Developing Age-Related Macular Degeneration. Investig. Opthalmol. Vis. Sci. 2019;60(5):1470–1477. DOI: 10.1167/iovs.18-26422

69. Baas D.C., Despriet D.D., Gorgels T.G.M.F., Bergeron-Sawitzke J., Uitterlinden A.G., Hofman A., van Duijn C.M., Merriam J.E., Smith R.T., Barile G.R. et al. The ERCC6 Gene and Age-Related Macular Degeneration. PLoS ONE. 2010;5(11):e13786. DOI: 10.1371/journal.pone.0013786

70. Tuo J., Ning B., Bojanowski C.M., Lin Z.-N., Ross R.J., Reed G.F., Shen D., Jiao X., Zhou M., Chew E.Y. et al. Synergic effect of polymorphisms in ERCC6 5′ flanking region and complement factor H on age-related macular degeneration predisposition. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006;103(24):9256–9261. DOI: 10.1073/pnas.0603485103

71. Blasiak J., Glowacki S., Kauppinen A., Kaarniranta K. Mitochondrial and Nuclear DNA Damage and Repair in Age-Related Macular Degeneration. Int. J. Mol. Sci. 2013;14(2):2996–3010. DOI: 10.3390/ijms14022996

72. Karunadharma P.P., Nordgaard C.L., Olsen T.W., Ferrington D.A. Mitochondrial DNA Damage as a Potential Mechanism for Age-Related Macular Degeneration. Investig. Opthalmol. Vis. Sci. 2010;51(11):5470–5479. DOI: 10.1167/iovs.10-5429

73. Lin H., Xu H., Liang F.-Q., Liang H., Gupta P., Havey A.N., Boulton M.E., Godley B.F. Mitochondrial DNA Damage and Repair in RPE Associated with Aging and Age-Related Macular Degeneration. Investig. Opthalmol. Vis. Sci. 2011;52(6):3521–3529. DOI: 10.1167/iovs.10-6163

74. Allocca M., Corrigan J.J., Mazumder A., Fake K.R., Samson L.D. Inflammation, necrosis, and the kinase RIP3 are key mediators of AAG-dependent alkylation-induced retinal degeneration. Sci. Signal. 2019;12(568):aau9216. DOI: 10.1126/scisignal.aau9216

75. Саркисян А.С., Балалин С.В., Балалин А.С., Джаши Б.Г. Анализ пигментации трабекулы у больных первичной открытоугольной глаукомой с помощью гониоскопа NIDEK GS-1. Вестник Волгоградского государственного медицинского университета. 2022;19(1):40–45.

76. Buffault J., Labbé A., Hamard P., Brignole-Baudouin F., Baudouin C. The trabecular meshwork: Structure, function and clinical implications. A review of the literature. J. Fr. D’ophtalmol. 2020;43(7):e217–e230. DOI: 10.1016/j.jfo.2020.05.002

77. Gauthier A.C., Liu J. Epigenetics and Signaling Pathways in Glaucoma. BioMed Res. Int. 2017;2017:5712341. DOI: 10.1155/2017/5712341

78. Mohanty K., Dada R., Dada T. Oxidative DNA damage and reduced expression of DNA repair genes: Role in primary open angle glaucoma (POAG) Ophthalmic Genet. 2017;38(5):446–450. DOI: 10.1080/13816810.2016.1261904

79. Sorkhabi R., Ghorbanihaghjo A., Javadzadeh A., Rashtchizadeh N., Moharrery M. Oxidative DNA damage and total antioxidant status in glaucoma patients. Mol. Vis. 2011;17:41–46.

80. Saccà S.C., Pascotto A., Camicione P., Capris P., Izzotti A. Oxidative DNA damage in the human trabecular meshwork: Clinical correlation in patients with primary open-angle glaucoma. Arch. Ophthalmol. 2005;123(4):458–463. DOI: 10.1001/archopht.123.4.458

81. Himori N., Yanagimachi M.I., Omodaka K., Shiga Y., Tsuda S., Kunikata H., Nakazawa T. The Effect of Dietary Antioxidant Supplementation in Patients with Glaucoma. Clin. Ophthalmol. 2021;15:2293–2300. DOI: 10.2147/OPTH.S314288

82. Garcia-Medina J.J., Rubio-Velazquez E., Lopez-Bernal M.D., Cobo-Martinez A., Zanon-Moreno V., Pinazo-Duran M.D., del-Rio-Vellosillo M. Glaucoma and Antioxidants: Review and Update. Antioxidants. 2020;9(11):1031. DOI: 10.3390/antiox9111031

83. Cuchra M., Markiewicz L., Mucha B., Pytel D., Szymanek K., Szemraj J., Szafl ik J., Szafl ik J.P., Majsterek I. The role of base excision repair in the development of primary open angle glaucoma in the Polish population. Mutat. Res./Fundam. Mol. Mech. Mutagen. 2015;778:26–40. DOI: 10.1016/j.mrfmmm.2015.05.003

84. Saccà S.C., Gandolfi S., Bagnis A., Manni G., Damonte G., Traverso C.E., Izzotti A. From DNA damage to functional changes of the trabecular meshwork in aging and glaucoma. Ageing Res. Rev. 2016;29:26–41. DOI: 10.1016/j.arr.2016.05.012

85. Inoue-Yanagimachi M., Himori N., Sato K., Kokubun T., Asano T., Shiga Y., Tsuda S., Kunikata H., Nakazawa T. Association between mitochondrial DNA damage and ocular blood fl ow in patients with glaucoma. Br. J. Ophthalmol. 2018;103(8):1060–1065. DOI: 10.1136/bjophthalmol-2018-312356

86. Sundaresan P., Simpson D.A., Sambare C., Duffy S., Lechner J., Dastane A., Dervan E.W., Vallabh N., Chelerkar V., Deshpande M. et al. Whole-mitochondrial genome sequencing in primary open-angle glaucoma using massively parallel sequencing identifi es novel and known pathogenic variants. Genet. Med. 2015;17(4):279–284. DOI: 10.1038/gim.2014.121

87. He S., Li X., Chan N., Hinton D.R. Review: Epigenetic mechanisms in ocular disease. Mol. Vis. 2013;19:665–674.

88. McDonnell F.S., McNally S.A., Clark A.F., O’Brien C.J., Wallace D.M. Increased global DNA methylation and decreased TGFβ1 promoter methylation in glaucomatous lamina cribrosa cells. J. Glaucoma. 2016;25(10):e834–e842. DOI: 10.1097/IJG.0000000000000453

89. Mozaffarieh M., Schoetzau A., Sauter M., Grieshaber M., Orgül S., Golubnitschaja O., Flammer J. Comet assay analysis of single– stranded DNA breaks in circulating leukocytes of glaucoma patients. Mol. Vis. 2008;14:1584–1588.

90. Tuxworth R.I., Taylor M.J., Anduaga A.M., Hussien-Ali A., Chatzimatthaiou S., Longland J., Thompson A.M., Almutiri S., Alifragis P., Kyriacou C.P. et al. Attenuating the DNA damage response to double-strand breaks restores function in models of CNS neurodegeneration. Brain Commun. 2019;1(1):fcz005. DOI: 10.1093/braincomms/fcz005

91. Mah L.J., El-Osta A., Karagiannis T. gammaH2AX: A sensitive molecular marker of DNA damage and repair. Leukemia. 2010;24(4):679–686. DOI: 10.1038/leu.2010.6

92. Yan Z., Liao H., Deng C., Zhong Y., Mayeesa T.Z., Zhuo Y. DNA damage and repair in the visual center in the rhesus monkey model of glaucoma. Exp. Eye Res. 2022;219:109031. DOI: 10.1016/j.exer.2022.109031

93. Madabhushi R., Pan L., Tsai L.-H. DNA Damage and Its Links to Neurodegeneration. Neuron. 2014;83(2):266–282. DOI: 10.1016/j.neuron.2014.06.034

94. Tang Z., Zhang S., Lee C., Kumar A., Arjunan P., Li Y., Zhang F., Li X. An optic nerve crush injury murine model to study retinal ganglion cell survival. J. Vis. Exp. 2011;50:2685. DOI: 10.3791/2685


Рецензия

Для цитирования:


Гайсина Г.О., Лучникова Ю.А., Хрущева А.В., Руфуллаева Л.Х., Тагирова Р.Р., Мамедли С.Э., Ляшок М.Ю., Смородова С.Ю., Борискина П.А., Ватулин Д.А., Лазаренко А.С., Магафурова В.А., Косинская Н.Е. Роль повреждения и репарации ДНК при хронических заболеваниях глаз. Клиническая медицина. 2023;101(9-10):474-482. https://doi.org/10.30629/0023-2149-2023-101-9-10-474-482

For citation:


Gaisina G.O., Luchnikova Yu.A., Khrushcheva A.V., Rufullayeva L.H., Tagirova R.R., Mamedli S.E., Lyashok M.Yu., Smorodova S.Yu., Boriskina P.A., Vatulin D.A., Lazarenko A.S., Magafurova V.A., Kosinskaya N.E. Role of DNA damage and repair in chronic eye diseases. Clinical Medicine (Russian Journal). 2023;101(9-10):474-482. (In Russ.) https://doi.org/10.30629/0023-2149-2023-101-9-10-474-482

Просмотров: 1379


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 0023-2149 (Print)
ISSN 2412-1339 (Online)